随着年龄增加,组织功能逐渐衰退,像是老年人的记性越来越差、学习能力下降等。但目前仍不清楚衰老过程中细胞组成发生的变化,以及这种变化如何对组织功能产生影响【1】。而对成年SVZ(室管膜下区)神经源性小生境(neurogenic niches)进行研究或能解答这些问题——SVZ小生境含有多种细胞类型【3-18】,且随年龄增加出现功能衰退。

虽然已有研究对年轻【19-26】和衰老神经干细胞谱系【27,28】进行了单细胞RNA测序分析,但尚未在单细胞分辨度上系统地检测SVZ小生境出现的变化。

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体外培养第1天的神经干细胞。图源悉尼大学Ping Hu。红色是IGFBP-3,蓝色是NeuN+,绿色是β-Tubulin+ III。

来自Stanford大学Brunet实验室的研究者们通过分析3个月大(相当于人类青年)和28-/29个月大(相当于80岁人类)健康小鼠SVZ的14,685个细胞转录组,发现了可能的年龄相关脑功能衰退机制,并使用免疫荧光染色等方法,在解剖的老年人类大脑中对scRNA-seq分析的部分结果进行了确认。

这一结果发表在《Nature》上。

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影响因子:43.070

通讯作者:Anne Brunet教授

通讯作者实验室:Brunet实验室

开放获取数据:RNA测序数据结果见BioProject PRJNA450425文章使用的命令和配置文件,以及运行环境所需的各版软件


研究者收集SVZ小生境(niches)区域的细胞并通过FACS(荧光激活细胞分选)消除碎片后,对3只年轻(3个月大)和3只年老(28-29月大)的雄性C57BL/6小鼠整个SVZ进行单细胞转录组测序(3次独立实验)。同时,研究者还采用了FACS、免疫荧光染色、免疫组化染色、bulk转录组测序等实验对单细胞转录组分析结果进行补充和验证。


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年老人类和小鼠大脑中存在更多的T细胞

获得来自6只小鼠SVZ小生境14,685个细胞转录组数据后,首先进行降维聚类分析。同时,根据获得的差异表达标志基因集和相关文献确定的标志基因以及GO数据库,对每个细胞聚群进行注释,结果发现:


 SVZ小生境中存在11种细胞类型,分别是astrocytes/qNSCs(星形胶质细胞和静息态神经干细胞)、aNSCs/NPCs(激活态神经干细胞和神经祖细胞)、神经母细胞、神经元、少突胶质祖细胞、少突胶质细胞、内皮细胞、“壁细胞”(如周细胞)、小胶质细胞、巨噬细胞和T细胞(图1a)

 T细胞聚群大部分来源于老年小鼠,在老年小鼠的SVZ显著富集,同时aNSCs/NPCs和神经母细胞数量减少(图1b, c)

 年老小鼠SVZ中小胶质细胞、内皮细胞和少突胶质细胞的转录组发生变化(图1b, d)

 老大脑中T细胞表达CD8+CD4- T细胞的标记基因,FACS证实了这一结果(图1j, k)

 老年大脑中T细胞也表达效应记忆细胞(低Cd62l和高Cd44)、组织驻留(ItgalItga4)和激活(Cd69Xcll)的标记基因,包括细胞因子如Ifng(图1i)

 无神经退行性疾病的年老人类大脑中,在侧脑室内膜区域也浸润着CD8+ T细胞(图1l, m)

这些结果意味着小鼠和人类年老大脑中浸润着T细胞。


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图1 单细胞RNA测序揭示了年老神经源性小生境的细胞组成,且浸润的T细胞挨着神经干细胞【1】。a是全部6只小鼠SVZ小生境14,685个细胞的t-SNE降维聚类结果;b是根据样本来源对a图进行注释;c是每个细胞类型百分比随年龄增加发生的变化;d是每个细胞类型表达的每个基因随年龄增加发生的变化,有颜色的点意味着变化显著;f是CD3+ T细胞数量,g是NSCs/NPCs细胞数量(5只3-7月大年轻小鼠和4只20-24月大年老小鼠,每只小鼠侧脑室中相应细胞数量);h是不同细胞类型中Cd3e(编码CD3)、Cd8a(编码CD8)、Cd4Ifng基因表达水平小提琴图;i是T细胞表达了效应记忆T细胞、激活和组织驻留的标记基因,还表达INF-γ;j是年老小鼠SVZ中T细胞的FACS图;k是4只3-5月大年轻小鼠和5只24-25月大年老小鼠,对每只小鼠SVZ小生境CD8+ T细胞比例进行FACS定量的结果;l是20岁年轻和83岁年老人类大脑中(包括侧脑室)CD3和CD8(棕色)的免疫组化染色结果;m是5个20-44岁年轻和6个78-93岁年老人类(男女均有),脑室临近区域每平方毫米的CD3+或CD8+ T细胞数量。

年老大脑中入侵的T细胞是克隆扩增的

为了描述年老大脑中T细胞的特征,研究者从每只年老小鼠(另外6只年老小鼠中的4只)的神经源性小生境和血液中提取CD8+ T细胞,并进行单细胞RNA测序,结果显示:

 同一年老小鼠中,年老神经源性小生境和血液中的T细胞不同(图2a)

 神经源性小生境中T细胞高表达INF-γ和免疫检查点PD-1(图2b)


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图2 4只年老小鼠(1-4号)血液和SVZ中T细胞的t-SNE降维聚类图(左)和表达差异基因(右)【1】。 

因为血脑屏障存在年龄相关的异常,因而老年大脑中T细胞可能是被动浸入【29】。此外,当T细胞识别一种抗原后会进行克隆扩增,产生的克隆具有相同TCR(T细胞受体)【30】,因而年老大脑中的大量T细胞也可能是主动识别其中抗原后产生的。

为此,研究者抽取T细胞聚群的TCR序列进行分析,发现神经源性小生境中几个T细胞亚群经过了克隆扩增,且其TCR不同于血液中T细胞克隆的TCR(图3)表明老年大脑中T细胞不是简单的来源于被动扩散(随年龄增长,血脑屏障被破坏【29】)而是克隆扩增产生的。为了确认这一结果,还分析了巢式PCR获取的另外两只年老小鼠(5和6号)SVZ小生境和血液中T细胞的TCR序列。

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图3 SVZ小生境和血液中T细胞TCR差异(左)和克隆扩增的T细胞的比例(右)。


神经源性小生境对干扰素信号的响应

干扰素对抵御致病菌和异常的内源性核苷酸十分重要【31, 32】,也在大脑发育和成人神经源性小生境中研究了干扰素的作用【28, 33】,但仍不十分了解INF-γ充当的角色。

研究者的单细胞分析、免疫荧光染色和FACS分析均显示,与年轻对照组相比,老年小鼠SVZ小生境中aNSCs/NPCs、小胶质细胞和内皮细胞的STAT1蛋白表达明显上调(干扰素信号可上调STAT1【33】)(图4)意味着年老神经源性小生境中多种细胞类型对INF-γ有强烈反应,当然也可能是对其他干扰素产生了响应【28】。


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图4 神经源性小生境对干扰素信号的响应。a图是t-SNE降维聚类结果,颜色深浅表示的是响应INF-γ的标志基因表达水平高低。b图不同年龄、不同细胞类型响应INF-γ的标志基因表达水平高低。


来源于T细胞的INF-γ对NSCs有不利影响

为了探究T细胞对NSCs有着怎样的影响及其可能机制,研究者采用FACS分析、bulk转录组测序、活体实验、免疫荧光分析等方法,发现T细胞可通过分泌INF-γ直接抑制NSC增殖(图5)

 BTS2表达增加的年老aNSCs/NPCs亚群富集表达了与INF-γ响应有关的基因,而细胞周期相关基因转录较少(图5a, b)

 向年老小鼠中注射能与增殖状态细胞结合的EdU(5-乙炔基-2‘-去氧尿苷),发现与BST2阴性年老aNSCs/NPCs亚群相比,BST2阳性年老aNSCs/NPCs亚群与EdU的结合减少,Ki-67(另一种周期中细胞的标记)的染色也降低(图5c)

 神经源性小生境中,与T细胞紧邻着的NSCs中BST2增加(图5d, e)

 免疫荧光、FACS分析体外共培养的CD8+ T细胞和NSCs(从年轻小鼠大脑中分离得到),结果显示加入T细胞和促进T细胞产生INF-γ的细胞因子能引起NSCs表达BST2,NSC增殖显著降低,而加入中和INF-γ的抗体后这一情况得以逆转(图5f, g和h)

但是,体内的其他细胞如小胶质细胞或内皮细胞也可能导致了NSC的调控异常,这仍需进一步的研究。


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图5 T细胞分泌的INF-γ对NSCs有不利影响。a是4只3个月大年轻和4只24个月大年老小鼠aNSCs/NPCs中BST2荧光的FACS直方图;b是4只24个月大年老小鼠BST2阴性和阳性aNSC/NPCS的bulk转录测序数据进行标志基因集富集分析的结果;c是年老小鼠BST2阴性和BST2阳性年老aNSCs/NPCs(各约100个细胞)中,Edu阳性细胞比例的FACS定量结果;d是29个月大年老小鼠SVZ部分的免疫荧光染色;e是3只29-30个月大年老小鼠SVZ区域中紧挨着或不紧挨着CD3+ T细胞的NSCs的BST2荧光定量结果;f是共培养的T细胞和NSCs图解;g是与T细胞和细胞因子共培养的3个月大年轻小鼠的NSCs,在有或没有INF-γ中和抗体情况下的免疫荧光染色;与脾脏CD8+ T细胞共培养NSC(每个点代表着约1,000个细胞的结果),在有或没有INF-γ中和抗体情况下,BST2阳性(h)和EdU阳性(i)NSCs比例的FACS定量结果。


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随着年龄增加,T细胞能够浸入神经源性小生境,且这些克隆扩增的T细胞可能是识别年老大脑中新抗原(包括年老NSCs中聚集的蛋白质)产生的【16】。而年老神经源性小生境中的其他细胞,如小胶质细胞【34】、内皮细胞【35】和巨噬细胞【36】等,可能提供了吸引T细胞的趋化因子

T细胞表达INF-γ而神经源性小生境中的几种细胞(包括NSCs)表现出对INF-γ的响应。在体内和体外,这种T细胞引起的INF-γ响应似乎对NSC功能有不利影响。虽然仍需建立T细胞、干扰素和NSC增殖间的准确联系,但是该研究结果为随年龄增加NSC减少提供了一个可能解释,有助于开发能够改善年龄相关认知损害的疗法


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得益于高分辨度的单细胞RNA测序技术,科学家能够了解每一个细胞的特征及其参与的活动。

在该项研究中,研究者通过对不同年龄SVZ小生境进行单细胞RNA测序分析,发现了随着年龄增加,脑功能衰退的可能机制:浸入的T细胞识别SVZ小生境中抗原后进行克隆扩增,这些T细胞分泌的干扰素直接抑制周边NSCs的增殖,导致神经细胞数量减少。

此外,“教科书认为免疫细胞不能轻易进入健康大脑,这在很大程度上是正确的,”遗传学教授以及该研究的通讯作者Anne Brunet说到。“但是我们的结果不仅展示了免疫细胞确实能进入健康老化大脑(包括人类大脑),还可以到达大脑中新神经元出现的区域。”

Anne Brunet教授及其团队正尝试确定年老小鼠神经源性小生境中引起T细胞克隆增殖的抗原,他们相信这一结果能帮助开发抵消年龄相关脑功能衰退的疗法。



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参考文献

1.Dulken, Ben W., et al. (2019). "Single-cell analysis reveals T cell infiltration in old neurogenic niches." Nature 571.7764: 205-210.

 

2. Goldman, B. (2019). “Immune cells invade aging brains, disrupt new nerve cell formation”. Stanford Medicine News Center.

 

3.Mirzadeh, Z., Merkle, F. T., et al. (2008). “Neural stem cells confer unique pinwheel architecture to the ventricular surface in neurogenic regions of the adult brain.” Cell Stem Cell 3: 265–278.

 

4. Shen, Q. et al. (2008). “Adult SVZ stem cells lie in a vascular niche: a quantitative analysis of niche cell-cell interactions.” Cell Stem Cell 3: 289–300.

 

5.. Tavazoie, M. et al. (2008). “A specialized vascular niche for adult neural stem cells.” Cell

Stem Cell 3: 279–288.

 

6. Codega, P. et al. (2014). “Prospective identifcation and purifcation of quiescent adult neural stem cells from their in vivo niche.” Neuron 82: 545–559.

 

7. Bond, A. M., Ming, G. L. & Song, H. (2015). “Adult mammalian neural stem cells and neurogenesis: fve decades later.” Cell Stem Cell 17: 385–395.

 

8. Gage, F. H. & Temple, S. (2013). “Neural stem cells: generating and regenerating the brain.” Neuron 80: 588–601.

 

9. Maslov, A. Y., et al. (2004). “Neural stem cell detection, characterization, and age-related changes in the subventricular zone of mice.” J. Neurosci. 24: 1726–1733.

 

10. Luo, J., et al. (2006). “The aging neurogenic subventricular zone.” Aging Cell 5: 139–152.

 

11. Chaker, Z., et al. (2015). “Suppression of IGF-I signals in neural stem cells enhances neurogenesis and olfactory function during aging.” Aging Cell 14: 847–856.

 

12. Enwere, E. et al. (2004). “Aging results in reduced epidermal growth factor receptor signaling, diminished olfactory neurogenesis, and defcits in fne olfactory discrimination.” J. Neurosci. 24: 8354–8365.

 

13. Tropepe, V., et al. (1997). “Transforming growth factor-α null and senescent mice show decreased neural progenitor cell proliferation in the forebrain subependyma.” J. Neurosci. 17: 7850–7859.

 

14. Molofsky, A. V. et al. (2006). “Increasing p16INK4a expression decreases forebrain

progenitors and neurogenesis during ageing.” Nature 443: 448–452.

 

15. Ahlenius, H., et al. (2009). “Neural stem and progenitor cells retain their potential for proliferation and diferentiation into functional neurons despite lower number in aged brain.” J. Neurosci. 29: 4408–4419.

 

16. Leeman, D. S. et al. (2018). “Lysosome activation clears aggregates and enhances quiescent neural stem cell activation during aging.” Science 359: 1277–1283.

 

17. Silva-Vargas, V., et al. (2016). “Age-dependent niche signals from the choroid plexus regulate adult neural stem cells.” Cell Stem Cell 19: 643–652.

 

18. Ernst, A. et al. (2014). “Neurogenesis in the striatum of the adult human brain.” Cell 156: 1072–1083.

 

19. Llorens-Bobadilla, E. et al. (2015). “Single-cell transcriptomics reveals a population of dormant neural stem cells that become activated upon brain injury.” Cell Stem Cell 17: 329–340.

 

20. Hochgerner, H. Z., et al. (2018). “Conserved properties of dentate gyrus neurogenesis across postnatal development revealed by single-cell RNA sequencing.” Nat. Neurosci. 21: 290–299.

 

21. Shin, J. et al. (2015). “Single-cell RNA-seq with waterfall reveals molecular cascades underlying adult neurogenesis.” Cell Stem Cell 17: 360–372.

 

22. Dulken, B. W., et al. (2017). Single-cell transcriptomic analysis defnes heterogeneity and transcriptional dynamics in the adult neural stem cell lineage. Cell Rep. 18: 777–790.

 

23. Luo, Y. et al. (2015). “Single-cell transcriptome analyses reveal signals to activate dormant neural stem cells.” Cell 161: 1175–1186.

 

24. Mizrak, D. et al. (2019). “Single-cell analysis of regional diferences in adult V-SVZ neural stem cell lineages.” Cell Rep. 26: 394–406.e5.

 

25. Zywitza, V., et al. (2018). “Single-cell transcriptomics characterizes cell types in the subventricular zone and uncovers molecular defects impairing adult neurogenesis.” Cell Rep. 25: 2457–2469.e8.

 

26. Basak, O. et al. (2018). “Troy+ brain stem cells cycle through quiescence and regulate their number by sensing niche occupancy.” Proc. Natl Acad. Sci. USA 115: E610–E619.

 

27. Shi, Z. et al. (2018). “Single-cell transcriptomics reveals gene signatures and alterations associated with aging in distinct neural stem/progenitor cell subpopulations.” Protein Cell 9: 351–364.

 

28. Kalamakis, G. et al. (2019). “Quiescence modulates stem cell maintenance and regenerative capacity in the aging brain.” Cell 176: 1407–1419.e14.

 

29. Montagne, A. et al. (2015). “Blood-brain barrier breakdown in the aging human hippocampus.” Neuron 85: 296–302.

 

30. Han, A., et al. (2014). “Linking T-cell receptor sequence to functional phenotype at the single-cell level.” Nat. Biotechnol. 32: 684–692.

 

31. Yu, Q. et al. (2015). “Type I interferon controls propagation of long interspersed element-1.” J. Biol. Chem. 290: 10191–10199.

 

32. De Cecco, M. et al. (2019). “L1 drives IFN in senescent cells and promotes ageassociated infammation.” Nature 566: 73–78.

 

33. Pereira, L., et al. (2015). “IFN gamma regulates proliferation and neuronal diferentiation by STAT1 in adult SVZ niche.” Front. Cell. Neurosci. 9: 270.

 

34. Salter, M. W. & Stevens, B. (2017). “Microglia emerge as central players in brain disease.” Nat. Med. 23, 1018–1027.

 

35. Pober, J. S. & Sessa, W. C. (2007). “Evolving functions of endothelial cells in infammation.” Nat. Rev. Immunol. 7, 803–815.

 

36. Mrdjen, D. et al. (2018). “High-dimensional single-cell mapping of central nervous system immune cells reveals distinct myeloid subsets in health, aging, and disease.” Immunity 48: 380–395.e6.


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